New User Special Price Expires in

Let's log you in.

Sign in with Facebook


Don't have a StudySoup account? Create one here!


Create a StudySoup account

Be part of our community, it's free to join!

Sign up with Facebook


Create your account
By creating an account you agree to StudySoup's terms and conditions and privacy policy

Already have a StudySoup account? Login here

Molecular Genetics Lab Quiz Preps

by: Madeline Abuelafiya

Molecular Genetics Lab Quiz Preps BIOL 3222

Marketplace > Southern Methodist University > Biology > BIOL 3222 > Molecular Genetics Lab Quiz Preps
Madeline Abuelafiya

Preview These Notes for FREE

Get a free preview of these Notes, just enter your email below.

Unlock Preview
Unlock Preview

Preview these materials now for free

Why put in your email? Get access to more of this material and other relevant free materials for your school

View Preview

About this Document

Every Week there is a molecular genetics quiz along with a quiz prep posted by the professor. Save some time by using these to study for the quiz!
Molecular Genetics Laboratory
Dr. Strecker and Dr. Batista
molecular biology, Batista, Strecker, Quiz Preps
75 ?




Popular in Molecular Genetics Laboratory

Popular in Biology

This 14 page Bundle was uploaded by Madeline Abuelafiya on Saturday January 30, 2016. The Bundle belongs to BIOL 3222 at Southern Methodist University taught by Dr. Strecker and Dr. Batista in Winter 2016. Since its upload, it has received 230 views. For similar materials see Molecular Genetics Laboratory in Biology at Southern Methodist University.


Reviews for Molecular Genetics Lab Quiz Preps


Report this Material


What is Karma?


Karma is the currency of StudySoup.

You can buy or earn more Karma at anytime and redeem it for class notes, study guides, flashcards, and more!

Date Created: 01/30/16
Preparation for Quiz 2 Biol 3222 – Molecular Genetics Laboratory 1. Know the definitions of “precision” and “accuracy” as well as “in vitro”. 2. What is the difference between “microchemistry” and “sterile technique” and  “microbiology techniques”? 3. Know the ranges of the micropipetters you will be using and which of the four  you would use for a specific volume. 4. How do you verify that the desired volume of a solution has been drawn up into  the tip of a micropipetter? 5. How do you deliver the liquid in the micropipetter tip to a new tube? 6. How do you make sure that all the liquid has been dispensed from the tip? 7. What are three ways of mishandling a micropipetter that could lead to liquid  entering the barrel of the device? 8. The tip on your micropipette drips liquid without your depressing the plunger.   What could be the problem? 9. What is the purpose of having a Bunsen burner (or alcohol burner) producing a  flame on the bench top while you are using sterile technique (other than for  flaming glassware and pipettes)? 10. Do you think it is necessary to use a Bunsen burner when you are using sterile  glassware, pipettes and solutions? 11. Why should an open bottle, tube or flask always be held at an angle when adding  or removing liquid using sterile technique? 12. While loading the well of a gel with loading dye, you notice that the dye goes into the well, but then goes right back up into the tip of the micropipette as you are  pulling the micropipette out of the well.  What could be the problem with your  technique and how will you correct it? 13. While loading the well of a gel with loading dye, you notice that the dye diffuses  rapidly in the buffer that covers the gel, but doesn’t go into the well.  What could  be the problem with your technique or the loading dye?] 14. Be sure to have completed the microfuge exercise handed out the first week of the lab course. Preparation for Quiz 4 Biol 3222 – Molecular Genetics Lab 1. Define “electrophoresis.” General technique used to separate a mixture according to size. 2. What is the driving force for electrophoresis and what does it act on? The electric field is the driving force acting on charged molecules. 3. Why is double stranded DNA especially suited to size separation in  electrophoresis?  Two reasons. Double stranded DNA has a very uniform structure and at any given pH there is a  constant negative charge for every nucleotide in the molecule. 4. What is the relationship of the movement of a double stranded DNA molecule in  an electric field relative to its mass (length in base pairs)? It is inversely proportional to its mass. 5. Make sure you understand the plot of the molecular weight ladder fragments (in  kb) versus their migration distance from the loading well (which is a linear axis  and which is a log axis) and how this plot is used to estimate the size in kb of  unknown fragments from an agarose gel. The distance has the linear axis and the weight (kb) has a log axis. Weight ladder fragments­ brightness – the mass Migration distance­ size  6. What is agarose and where does it come from? Uncharged galactose based polymer that comes from seaweed 7. Why is agarose an ideal gel matrix for electrophoresis experiments? Because of its uncharged and un­ionized nature. 8. What is the purpose of the TBE buffer used both in the gel and in the  electrophoresis chamber?  Why is this important in the electrophoretic separation  of DNA fragments? TBE buffer also fills the electrophoresis chamber and covers the gel, allowing the  electricity to conduct evenly through the gel. 9. Why is EDTA used often in biochemistry and molecular biology? Is used to chelate Mg2+ ions since doing so inactivates nearly all enzymes that  process or degrade nucleotides. EDTA is used to inactivate nucleotide degrading  enzymes by binding to and sequestering Mg 2+. 10. Why is the charge to mass ratio of DNA relatively constant during  electrophoresis?  Why is this important in the electrophoretic separation of DNA  fragments? DNA is negatively charged due to its phosphate residues in the backbone and  because there is one phosphate per base pair in the DNA sequence, the charge to  mass ratio of DNA is relatively constant.  This is important in electrophoresis separation because there is a constant force  per base pair being applied to each molecule. This allows the DNA to be  proportionally separated in size by the agarose.  11. Why is Ethidium Bromide used in the staining of DNA (two reasons)? Ethidium Bromide is a flat, planar, multi­ringed aromatic compound that inserts  neatly between the stacked nucleotides of DNA. It also is fluorescent in UV  which allows us to visualize separated DNA bands. (1. Structure 2. Fluorescent) 12. What are the four properties that affect the speed of migration of DNA fragments  through agarose gel matrices? 1) The Mass (Length) of the DNA 2) The concentration of agarose in the gel 3) The conformation of DNA 4) The applied current (milliamperes) moving through the gel 13. What are the three conformations that double­stranded DNA can adopt and how  do they migrate differently in a gel.  Which form migrates true to its size?  Why  do the other two forms of double stranded DNA not migrate true to their size? Form 1: Closed, Circular DNA supercoiling  migrates faster Form 2: Nicked, Circular DNA  creates a large, open circle conformation by  relaxation of supercoils slower to migrate Form 3: Linear DNA  true to size.  14. If you wanted to resolve DNA fragments that were larger, how would you change  the concentration of the agarose in your gel and why? To resolve larger DNA fragments the gel would be a smaller percent  concentration of agarose (0.6­0.9) to have less agarose strands ands more open  solvent space for the larger DNA molecules to pass through.  15. What is bacteriophage  and in what two phases can it exist in the bacterial cell?   What is a cos site and what does it allow the  to do? The bacteriophage  is a virus that infects E.coli. It is a lysogenic temperate  bacteriophage. The two phases it exists in are the: lytic phase and the quasi­stable prophage stage Lytic stage: causes lysis of the host cell Prophage stage: has its genome incorporated into the host chromosome so when  the host replicates, so does the prophage genome.  The cos site is a single stranded 12 base complimentary overhang at each end  The cos site is important in phage particle packing and allows it to convert  between linear and circular formation DNA.   16. What is the natural purpose of restriction endonucleases in bacteria?  How then  are molecular biologists able to introduce foreign DNA into strains of E. coli? The natural purpose of restriction endonucleases in bacteria is a defense  mechanism to prevent the expression and take over in a cell by viral DNA. Biologists are able to introduce foreign DNA into E. coli strains because they  choose E Coli which is deficient or mutated in their naturally occurring restriction endonuclease systems but are normal in their restriction methylation systems.  Therefore, the E. coli will not restrict the foreign DNA but re­methyl it as E. coli  DNA  17. Why are Type II restriction enzymes used in recombinant DNA experiments? Type II restriction enzymes are used in recombinant DNA experiments because  they are simple, stable, and have identical recognition sites. They recognize  specific 4,5, or 6 base pair sequences and they are able to cleave DNA within the  recognition site. Preparation for Quiz 9 (on PCR lab) Biol 3222 – Molecular Genetics Lab 1. What is the normal function of MDR genes in the cell? MDR gene transcribes multidrug resistance proteins that are MDR pumps. These give the cells resistances to many drugs and cancer therapies  MDR1 generally removes toxic chemicals and compounds from normal cells in the small  intestines, liver, kidney, breast, and testes since these tissues have a primary role in  absorption, metabolism, and excretion. It also is important in the blood brain barrier.  2. How could a mutation in the human MDR1 gene affect the cancer treatment plan  for a patient who is homozygous for a mutation in this gene? Increases drug resistance. Generally have to do with the overexpression of the pump in a  patient that has been treated by a chemotherapeutic.  3. What are the basic elements contained in a PCR reaction? Taq polymerase, rna primer, DNTPs, dna template 4. What are four important properties of PCR primers? 1. They must be complementary to the boundaries of the target DNA sequence.  2. The 3’ end of the primers must be oriented towards eachother  3. The primers usually have a melting temperature of 50­60 degrees C. The melting  temperature of double stranded DNA is that temperature at which 505 of the SNA denatures into single strands 4. The primers must be specific for the flanking regions of the target DNA sequence  and not bind to to other nonspecific sequences of DNA. Lack of specificity for the primers will result in amplification of more than one DNA sequence.  5. What is one equation used to calculate annealing T?  Make sure you can apply  this equation to a given primer sequence (see questions 13). Ta = Tm – 5degreesC …… T =[4mG+C) + 2(A+T)] degrees C 6. What is the purpose of the thermocycler? The thermocycler is to regulate the temperature­ quickly and accurately heat and cool the  tubes 7. What are the three elements of a single cycle of PCR? 95­ melts the dna 55­ primers anneal 72­ elongates  8.  What contribution did Kary Mullis make to the development of PCR? Developed the polymerase chain reaction­ specifically “thermal cycling”  and the use of  thermostable DNA polymerases  9.  Why is Taq Polymerase used in the PCR reaction? Taq polymerase is a DNA polymerase isolated form T.aquaticus that has an enzymatic  optimum temperature of 70­80 degrees C and can withstand temperatures above 90C for  long periods of time. It doesn’t senature easily  10.  What is one drawback of using the original Taq polymerase in PCR? One drawback to the use of the original Taq polymerase for PCCR is that is has a  relatively high error rate estimated at 1 mismatch per 9000 because Taw lacks a 5­3’  exonuclease  11.  In a PCR reaction, why is only the DNA between the primers amplified in the  majority of cases after 30 cycles? Because DNA pol can only add nucleotides to the 3’ end so only the 5’ end of the primers definies the limit of the amplicon. 12.  What are three advantages of using Ready­to­Go PCR beads and what do they  contain? Provides optimal amount of reagents needed for PCR and free of contaminating  DNA. Contain Taq DNA polymerase, dATP, dTTP, dCTP, and dGTP and a buffer  and salt for a typical 25ul PCR reaction.  13.  If you were given a sequence of a PCR primer, what simple equation would you use  nd to calculate the annealing temperature that should be used in the 2  step of each cycle of  the PCR program? Ta = Tm – 5degreesC …… T =[4(m+C) + 2(A+T)] degrees C Tm= when have of the DNA is single stranded and half is double stranded  5.  How do the two plasmids differ from each other:  pWS4.5 and pBluescriptIISK?   (DNA sequence, protein expression and colony differences). 1bp, functional lac Z B galactosidase expression, blue vs white colonies  6.  How are Primers 1 and 2 used to make the nucleotide change to restore B­gal activity  to pWS4.5?   8.  Why are the new copies from the pWS4.5 template NOT used as template in  subsequent reactions? They are not methylated­ this allows for the correction of mismatch repair  10.  Describe the mutation you will be reverting back to wildtype in this experiment.   How will you recognize this event? Reverting genetic loss of function of the lac Z gene back to wildtype. We mutanted a  nonsense mutation within the coding sequence of the B­galactosidase gene, lac Z in the  plasmid. This created truncated proteins not allowing functional B galactosidase. The  mutation within the lac Z gene specifically was a CT transition mutation that converted a functional codon for a glutamine residue into a nonsense stop codon. (CAA  TAA).  We can recognize this event because if there is no functional lac Z, the colonies will be  white when grown on LBAX. If lac Z is functional, the colonies will appear blue  11.  You are plating four different DNA samples on LBAmp plates:   QC = 10 μl of the QuikChange reaction (no DpnI treatment) Blue and white colonies – if white colonies are seen, then the quick change  reaction failed and you did not get any of your plasmid  QC+ = 10 μl of the QuikChange reaction with DpnI treatment Only blue colonies – control­ there is active Bgalactosidase and functional  LacZ on LBAX pWS4.5 = 10 μl pWS4.5 plasmid only white colonies – confirms the nonsense mutation occurred creating a  truncated Bgalactosidase from the nonfunctional lacZ gene. The  transformation to a stop codon was successful. pBLU = 10 μl pBLU plasmid only blue colonies – control there is active Bgalactosidase and functional  LacZ on LBAX What results (in terms of colonies – blue versus white) do you expect on each plate? What information does each plate give you about your experiment? 12.  In the transformation of DH5alpha cells, what plasmid was used to make the positive control, negative control and experimental transformation? 13.  If you observed blue colonies on the positive control X­gal plate, but not on the  negative control and experimental X­gal plates, what would be your conclusion about the  transformation and in vitro mutagenesis? The transformation and invitro mutagenesis was unsuccessful and lac Z remained functional so no truncated proteins occurred and the  desired plasmid was not created  Preparation for Quiz 6 Biol 3222 – Molecular Genetics Laboratory 1.  What does the term “miniprep” mean in the context of this laboratory? A preparation system meaning a plasmid DNA preparation that is expected to yield ug  quantities of a plasmid from a couple of ml of cell cultures. It is a robust technique. 2.  Compare the QIAspin Miniprep procedure to the method of preparing plasmid from a  bacterial culture in the past.  (In other words, what step does it share with the old method  and what new improvement has the QIAspin made on the old method). In both methods we did an alkaline lysis of the bacterial culture to release the plasmid  DNA but the the method has a different way of purification which involves binding to  activated silica and undergo many rounds of centrifugation.  3.  What observation is the QIAspin Miniprep procedure based on? 4.  In the procedure you used in the QIAspin miniprep, a.  How were the cells lysed? The cells were lysed with detergent and the sodium hydroxide base, a pH neutralizing K+ acetate­ solutuion.  b.  What were the three effects of adding Potassium acetate solution to the cellular lysate? 1)neutralizes the pH  2) helps get rid of the detergent used to solubilize the membrane of  the cells. 3) the potassium acetate raisws the salt salt concentration of the cell lysate to a  very high volyume.  c.  Why is it important NOT to vortex the neutralized lysate prior to microfuging  it? Vortexing would shear the long chromosomal DNA into short, plasma sized fragments  d.  After this microfuge spin, what is contained in the supernatent and what is  contained in the precipitate? Supernatent: plasmid DNA Precipitate: cellular debris and chromosomal DNA e.  When the supernatent is poured over the QIA spin column, what binds to the  silica matrix? Plasmid DNA binds to silica matrix and is separated from the cellular contents that pass  through the column  f.  How is the plasmid DNA released from the column? The pure plasmid DNA is eluted with a small volume of low ionic strength buffer or  distilled water. The low salt conditions release the DNA from the silica and a final spin  into a fresh, clean, microfuge tube removes the plasmid DNA from the column and  deposits it pure and clean into a new tube.  5.  Know the names and functions of the buffers you used with the QIAprep column and  the order in which they are used. 6.  In what form is your plasmid DNA when it is eluted from the column (linear or  covalently closed, relaxed or supercoiled?)  What protects the plasmid DNA from being  damaged (nicked) during purification? When the DNA is eluted it is in covalently closed supercoiled form. The DNA is bound  to the silica matrix while being purified, there is very little damage to the DNA.  Preparation for Quiz 7 1. Be familiar with the definition of molecular cloning. Molecular cloning of DNA: the process of making many, many copies of a specific  DNA sequence.  2. What are the five steps in a molecular cloning experiment? 1) DNA isolation (of the ion plasmid that contains the tet­R gene) and preparation  for cloning (preparing the ends of the DNA to ligate them into the DNA vector­ using restriction endonucleases) 2) The vector is prepared by cutting with HINDIII and ECORI allows the vector to  be inserted in a specific orientation. (Force Cloning)  3) Covalently attach the desired DNA fragment into the restricted DNA vector with  an enzymatic reaction of DNA ligase from the T4 bacteriophage (ATP dependent) 4) High efficiency transformation allows the efficient uptake of DNA into the  bacterial cell. (high transformation efficiency)  5) The “correct” clone that has the desired DNA sequence in its vector must be  identified from all the other clones that contain the undesired fragments or re­ ligated original vector.  a. The first identification: on the bacterial plate recognizing the fragmented  lacZ gene by inactivating the B­galactosidase (Xgal). Correct clones will  be white/colorless b. The second identification: direct selection by plating some of the  transformed cells on ampicillin and tetracycline containing plates. Only  cells with both antibiotic resistance genes will grow on the plate  c. The third identification: isolate the plasmid DNA from some of the white  colonies. After looking at the agarose gels for size screening and  recognizing banding patterns of the ECORI and HINDIII digestion, we  will be able to positively identify the desired clone.  3. What plasmid is the source of the DNA that will be used as the insert DNA in  your cloning experiment? pACYC184 plasmid that contains the tetracycline resistance gene.  4. Which enzymes will be used to generate the desired insert fragment? HINDIII and ECORI 5. What selection method do you think will be used to recognize the presence of this fragment? The second identification method: plating the transformed cells on ampicillin and  tetracycline containing plates. Only cells with both antibiotic resistance genes will grow  on the plate.  6. Which plasmid will be used as the cloning vector for this experiment? pUC­119 7. How will you prepare this plasmid to receive the insert DNA? The ECORI and HINDIII sites in the multiple cloning sites of the pUC119 vector will be  used to force clone the fragments into one specific orientation in the lacZ’ gene of the  vector. (using restriction endonucleases)  8. How will you covalently link the insert DNA to the cloning vector? DNA ligase (ATP dependent)  Preparation for Quiz 5 – Biol 3222 Molecular Genetics Lab            1.  What definition did Frederick Griffith give to the term:  transformation, and how did  he observe this phenomena while working with R­strains and S­strains of bacteria? Transformation is how bacteria are capable of transferring genetic information. When  living R­strains of bacteria were exposed to heat killed S­strains before being injected to  the mouse, the R­strains could be transformed into pathogenic S­strains and that the  mouse would die of pneumonia.  2.  What does “competence” mean and what is the difference between “artificial” and  “natural” competence? Competence means state in which species are able to do what they are supposed to do.  Natural competence is when species are naturally able to take up DNA from their  environment. Artificial competence is when species are treated with reagents and  procedures to dramatically increase their competence.  3.  (See ppt lecture from last week)  What are the four basic steps in a transformation  experiment and what is happening in each step? ­Preincubation: Bacterial cells are suspended in a solution of cations and incubated at  0 C.  Molecular diffusion occurs. ­Incubation:  DNA is added. The low temperature congeals the cell membrane, stabilizing the distribution of charged phosphates across the cell membrane. ­Heat Shock: The cell/DNA suspension is briefly incubated  at 42    C and then returned to      C. This causes one or the bacterial cell takes up more DNA molecules bound to the  surface of the cell. o ­Recovery: LB broth is added to the DNA/cell suspension and incubated at 37 C before  plating on selective media. Transformed cells recover from the treatment, amplify the  transformed plasmid, and begin to express the antibiotic­resistance protein. 4.  What are the four specific sequences a cloning vector should contain and what is the  function of each? ­Replicons: direct replication of DNA ­Selectable gene or gene product: necessary to distinguish between the appx 1­1000 cells  that take up the cloning vector in the transformation.  ­Unique cleavage site for restriction enzymes: makes the reproducible insertion of foreign DNA into specific sites in the plasmid possible. ­Suitable expression control elements: allow normal levels of gene expression 5.  What is a Multiple Cloning Site and where is it usually positioned in a cloning vector? What advantage does a MCS sequence give an investigator who wants to clone a  particular gene into a cloning vector? Multiple Cloning Sites are regions of unique restriction site sequences that have been  genetically engineered into the vector in a very short region of DNA. They are usually  places near the very beginning to the protein coding sequence. This region is non  essential so short insertions don’t change the reading frame. It gives the advantage of  added restriction sites without functionally inactivating the gene product.  6.  In the pUC119 vector, what does the LacP gene allow the investigator to do with an  inserted gene?  What is the purpose of the MCS sequences being located within the  LacZ’ gene? LacP(transcriptional promoter) in pUC119 allows the LacZ to be promoted (because  LacP is upstream). Cloning foreign DNA into the MCS of this plasmid will allow  transcription of the inserted DNA. Therefore the desired strand of dna will be used as a  template and promoted by the Lac P.  7.  In the pACYC184 vector, what are the two means of selection for successful  transformation?  Why is a low copy number plasmid advantageous in situations when the  investigator is expressing protein from the cloning vector? The two means of selection for successful transformation are chloramphenicol and  tetracycline. Low copy number is advantageous because it doesn’t result in too much  membrane protein for the membrane to accommodate and does not cause aggregations 8.  (See ppt. lecture from last week)  Be familiar with the three different ways bacteria  can acquire DNA from the “environment” (or other bacterial cells). Bacterial plasmids, antibiotic resistance, LacZ gene Transduction, conjugation, and transformation  Transformation­ uptake dna via environment Transduction­ virus Conjusugation­ in between bacterial vells 


Buy Material

Are you sure you want to buy this material for

75 Karma

Buy Material

BOOM! Enjoy Your Free Notes!

We've added these Notes to your profile, click here to view them now.


You're already Subscribed!

Looks like you've already subscribed to StudySoup, you won't need to purchase another subscription to get this material. To access this material simply click 'View Full Document'

Why people love StudySoup

Bentley McCaw University of Florida

"I was shooting for a perfect 4.0 GPA this semester. Having StudySoup as a study aid was critical to helping me achieve my goal...and I nailed it!"

Kyle Maynard Purdue

"When you're taking detailed notes and trying to help everyone else out in the class, it really helps you learn and understand the I made $280 on my first study guide!"

Jim McGreen Ohio University

"Knowing I can count on the Elite Notetaker in my class allows me to focus on what the professor is saying instead of just scribbling notes the whole time and falling behind."

Parker Thompson 500 Startups

"It's a great way for students to improve their educational experience and it seemed like a product that everybody wants, so all the people participating are winning."

Become an Elite Notetaker and start selling your notes online!

Refund Policy


All subscriptions to StudySoup are paid in full at the time of subscribing. To change your credit card information or to cancel your subscription, go to "Edit Settings". All credit card information will be available there. If you should decide to cancel your subscription, it will continue to be valid until the next payment period, as all payments for the current period were made in advance. For special circumstances, please email


StudySoup has more than 1 million course-specific study resources to help students study smarter. If you’re having trouble finding what you’re looking for, our customer support team can help you find what you need! Feel free to contact them here:

Recurring Subscriptions: If you have canceled your recurring subscription on the day of renewal and have not downloaded any documents, you may request a refund by submitting an email to

Satisfaction Guarantee: If you’re not satisfied with your subscription, you can contact us for further help. Contact must be made within 3 business days of your subscription purchase and your refund request will be subject for review.

Please Note: Refunds can never be provided more than 30 days after the initial purchase date regardless of your activity on the site.