New User Special Price Expires in

Let's log you in.

Sign in with Facebook


Don't have a StudySoup account? Create one here!


Create a StudySoup account

Be part of our community, it's free to join!

Sign up with Facebook


Create your account
By creating an account you agree to StudySoup's terms and conditions and privacy policy

Already have a StudySoup account? Login here

Exam 2 study guide

by: Kathleen Quijada

Exam 2 study guide MCB 3020

Kathleen Quijada
Broward College
GPA 3.46

Preview These Notes for FREE

Get a free preview of these Notes, just enter your email below.

Unlock Preview
Unlock Preview

Preview these materials now for free

Why put in your email? Get access to more of this material and other relevant free materials for your school

View Preview

About this Document

This is a great study guide for the second exam for Prof. Engene.
General microbiology
Niclas Engene
Study Guide
General Microbiology, FIU, Spring 2016
50 ?




Popular in General microbiology

Popular in Microbiology

This 34 page Study Guide was uploaded by Kathleen Quijada on Friday March 18, 2016. The Study Guide belongs to MCB 3020 at Florida International University taught by Niclas Engene in Spring 2016. Since its upload, it has received 24 views. For similar materials see General microbiology in Microbiology at Florida International University.


Reviews for Exam 2 study guide


Report this Material


What is Karma?


Karma is the currency of StudySoup.

You can buy or earn more Karma at anytime and redeem it for class notes, study guides, flashcards, and more!

Date Created: 03/18/16
Study guide for Section 2 (MCB 3020)     Chapter 6. Microbial Genomics  ➢  Diphteria: ​Corynebacterium diphteriae, bacteria that can produce illness  (enlarged lymphnodes). Some strands produce a toxin  ○ Exotoxin: ​ encoded by a bacteriophage which causes disease in humans by  gaining entry into cytoplasm and inhibiting protein synthesis  6.1 Introduction to Genomics  ➢  Central Dogma: gene turns into a protein  ➢ Early genomics:  ○  RNA virus MS2 was the first genome sequence in 1976, ~4000 bp  ○  Influenza virus was first cellular genome sequenced ~2 million pairs  ➢ Genome​ : entire complement of genetic information  ○ Includes genes, regulatory sequences, noncoding DNA  ➢ Sequencing​ : determining nucleotide order in DNA or RNA molecule  ➢ Genomics​ : mapping, sequencing, analyzing, and comparing genomes. Study  molecular organization of genomes, their information content and gene, the  products they encode.  ○ Structural genomics: physical nature of genomes  ○ Functional genomics: how genome functions  ○ Comparative Genomics: compares genomes of different organisms    6.2 Sequencing Genomes  ➢ Sanger sequencing: ​ (1​ generation​)  ○ dd analogs of dNTP are used in conjunction with dNTP’s  ○ Analogs prevent further extension of DNA chain   ○ Bases are labeled with radioactivity  ○ Gel electrophoresis is then performed on product  ○ Sequencing by DNA synthesis rather than breakdown  ○ Use of labeled precursors for detection  ○  Primers: short DNA segments of DNA or RNA which initiate synthesis of  new strands of nucleic acids  ■ DNA primers are MORE stable than RNA primers  ○ Sequence Determination:​  you make copy of original single stranded DNA  using DNA polymerase, the dd analog is the chain termination reagent so  it has no 3’ OH which leads to no more chain elongation à  REPLICATION STOPS!  ➢ Automated DNA sequencing systems: large scale sequencing projects that have  led to automated sequencing systems. Based on Sanger. Radioactivity replaced by  fluorescent dye/ fluorescent detected laser  ➢ Shotgun sequencing: ​ library construction and sequencing:  ○ Preparation of library: generates molecular cloning of DNA fragments that  cover the entire genome  ○ Random sequencing: computer searches for overlapping sequences and  assembles them in the correct order. The cloned fragments are hen  nd​ randomly selected  ➢ 2​  generation sequencing:100x faster than Sanger  ➢ Massively parallel methods:​ large number of samples sequenced side by side by  the same machine  ➢ Uses computer for power & miniaturization  ○ 454 Life Sciences Pyrosequencing synthesis of a complementary strand  by DNA polymerase. Each time a dNTP is incorporated PPi is released.  PPi activateuciferas and produces light!  ○ Illumina/Solexa Sequencing: terminator are deoxy(rather than dideoxy)  ribonucleotides and ca be reversibly incorporated each of the four different  ddNTP carried its own fluorescent tag that acts as a blocking group for the  3’ OH causing chain termination.  ○ Solid Applie Biosystems method  th​ ➢ Ion Torrent Sequencing(4 generation) “Post­light sequencing”  ○ Uses labeled dNTPs, measures release of H+ whenever a new dNTP is  added to a growing strand of DNA  ○  ​ses a silicon chip(world’s smallest pH meter)  ○  ​ast and less expensive  ➢ Oxford Nanopore Sequencing:​ as DNA passes through the nanopore, base  specific electrical charges are emmited and send an electrical signal to the monitor    6.3 ­ Bioinformatics and Annotating Genomes  ➢ Genome assembly:​ connects DNA fragments in order and eliminates overlaps  ➢ Annotation: the identification of genes and other functional regions in the  genome.  ○ Raw sequence data: list of genes  ○ Sometimes sequence and assembly do not make complete sequencing of  genome because gaps remain    ∙  ​ ioinformatics screening for ORFs  ➢ ​ lose genome entire genome sequence is determined.  ○ More expensive, time consuming  ➢ Draft genome: dispensing with sequencing small gaps  ○ Sequencing + Assembly = automated  ○ ​ ap closure = not automated (USE PCR)  ➢ Open reading frames Sequence of RNA and DNA that can be translated to yield  a polypeptide  ➢ Functional Orf: encodes a protein by looking with a computer inspection of  both strands  1.  ​ook for start/stop codons  2.  computer counts coons between stop and start  3.  computer calculates coon bias and genuine codons  4.  Shine Dalgarno à ribosome binding or probable ORF  ➢ Uncharacterized ORF​ : encodes unknown hypothetical proteins  ○ Uninterrupted reading frames: necessary length but probably encode  nonessential protein  ○  Noncoding RNA: some genes encode RNA protein that are not translated  ○ No start codons  ○ No codon bias  ○ Not recognized by ORF searching program  ○ Multiple stop codons   ○ Some are easy to detect because they are well characterized by rRNA and  tRNA      ➢ 6.4 Genome Size and Content   ➢ What affects genome size?  Because eukaryotes have more amounts of noncoding DNA and prokaryotes do  not, some prokaryotic genomes actually have more genes. Prokaryotic genomes  range in size from those of large viruses to those of eukaryotic microbes.   # of genes devoted to a cell function = genomic size   ● Metabolic genes and protein sequence genes are most abundant in  prokaryotes. DNA replication and transcription genes are less abundant.   ● Free­living bacteria have few or no introns, and transposons but they have  large genomes  ○ proving that large genomes are not necessary for extreme lifestyles  ● Archaeal genomes mostly for enzyme production and energy. Lower  percentage of genome for carbohydrate metabolism and membrane  functions.    ➢ Comparative Genomics: ​ many genes are identified by sequence similarity to  genes found in other organisms  ○ Comparative analyses: ​ allows for predictions of metabolic pathways and  transport systems  ➢ Correlation between nr of ORFs in prokaryotes vs eukaryotes  ○ There is a strong correlation between genome size and ORF content  between bacteria and archaea   ○ Regardless of organism each megabase pair of DNA in a prokaryote  encodes about 1000 ORFs  ■ As the size of prokaryotic genomes increase, the gene number also  increases proportionally   ○ In eukaryotes, there is a big number of noncoding DNA (introns) which  might make up a large fraction of the genome, specially in organisms with  large genomes.   ■ As the size of the eukaryotic genomes increase, the gene number  does not necessarily increase proporionally   ➢ Genomic adaptation to different environments:​  organisms have big genomes  when they have multiple life stages because they need genes for every life stage.   ➢ The “​ black queen hypothesis”:​  when you are a pathogenic organism, if you  don’t need the genes you get rid of them.   ○ Free­living microorganisms evolve to become dependent on eachother.  Some of the needs of the organism can be met by other organisms.  microbes rely on one another to live more efficiently by pairing down the  genes they have to carry around  ○ microbes lose burdensome genes for a function it doesn’t have to perform  for itself.    ➢ 6.7 Transcriptomics  ○ Transcriptomics→ ​ global study of transcription and is done by  monitoring the total RNA generated under chosen growth conditions.   ➢ Microarray (principal and applications):  ○ Microarrays​ → ​small solid supports to which genes or segments of genes  are fixed and arrayed spatially in a known pattern (gene chips)  ○ Requires RNA/DNA hybridization: when DNA is denatured(two strands  separated), the single strands form a hybrid double stranded molecule with  other single stranded DNA or RNA molecule be complementary or almost  complementary base pairing → ​ hybridization.​ (detecs, characterizes,  identifies DNA or RNA segments)  ○ Nucleic acid probes:​ segments of single stranded nucleic acids which have  been identified by radioactive labeling with fluorescent dyes.   ○ Gene segments can be synthesized by ​ polymerase chain reaction (PCR) ​ or  based on genomic sequence   ○ Once they are attached to the solid support, the DNA segments can be  hybridized with RNA from cells grown under specific conditions and  scanned and analyzed by computer.   ○ Hybridization between RNA and DNA segment on the chip ⇒ the gene  has beeen transcribed  ○ mRNA is measured for studying protein encoding genes. ​ (since mRNA is  present in low levels, they must be amplified by modified PCR after  converting RNA to complementary DNA)  ○ Microarrays have been used to assess microbial diversity & identify  organisms   ○ Expressed sequence tag (EST) → ​ partial gene sequence unique to the  gene  ■ incubate with mRNA or cDNA (targets), which hybridize to  complementary “spot” on the chip  ○ The transcription pattern of an entire genome can be analyzed  ○ What can you learn from microarray?  ■ global gene expression  ■ different groups are expressed under different conditions  ■ expression of genes with unknown functions can give clues to roles   ■ phylochips for identifying organisms.     ➢ RNA­seq analysis:​ method where all the RNA molecules from a cell are  sequenced. Reveals which genes were transcribed & how many copies of each  RNA were made.   ○ Used to measure expression of mRNA and to identify and characterize  small ncRNAs.   ○ Requires high input sequencing (2nd/3rd Generation)  ○ Most abundant RNA in a cell is rRNA.   ■ Methods exist to remove rRNA or enrich mRNA from a total RNA  pool   ○ Can reveal which genes are being transcribed at high levels by a particular  microbial community  and how many copies of each RNA are made  Sequence analysis then identified the proteins according to their mRNA.  This allows researchers to deduce which nutrients the bacteria in the  sample might used due to their enzyme activities of the proteins.   ○ Beginning to overtake microarray analysis as a method of choice  ➢ Pros and cons with Microarray vs. RNA­seq  ○ Microarray does many genes at the same time, it’s fast, less expensive,  looks for specific strands of mRNA which encodes for specific proteins  ○ With microarray you can determine which proteins were sequenced in the  specific strands of mRNA   ○ RNA sequencing sequences all RNA’s in a cell (rRNA, tRNA, mRNA…)  it’s not easy to tell if it’s where it’s made, or to filter which type of RNA it  is.   ○ RNA sequence you can see the metabolism that happens due to the  exposure to extreme environments according to the mRNA’s that are  shown in the sequence   ○ RNA sequence downfall is that you CANNOT see proteins, just the  mRNA  ➢ 6.8 Proteomics and the Interactomics  ➢ Proteomics​ : The genome­wide study of the structure, function, and activity of an  organism’s proteins  ➢ Types of proteomics analysis:   ○ Functional proteomics: ​ studies function of cellular proteins, how they  interact and how they are regulated.   ○ Structural proteomics: ​ using known protein structures to predict 3D  structures of other proteins and protein complexes  ○ Translatomics: all proteins synthesized under specific conditions  ➢ Protein gels (e.g. 2D PAGE)​ : presence of a particular gene under different  conditions can be measured and related to environmental conditions.   ➢ Two­dimensional (2D) polyacrylamide gel electrophoresis:​ This technique can  separate, identify, and measure all the proteins present in a cell sample  ○ In the first dimension ​ isoelectric focusin the proteins are separated by  differences in their isoelectric points, the pH at which the net charge on  each protein reaches zero. Reaches pH equal to its isoelectric point.   ○ In the second dimension ​ SDS gel electrophoresis​ the proteins are  denatured in a way that gives each amino acid residue a fixed charge.  Proteins are separated based on size.   ○ Connecting unknown protein with a particular gene using the 2d gel  system is to elute the protein from the gel and sequence a part of it.  Usually from its amino terminal end. Elute proteins can be identified by  mass spectrometry for a characteristic set of peptides. Probes or primers  can help locate the gene encoding the protein from genomic DNA by  hybridization or PCR. Then, gene can be identified after sequencing.   ➢ How 2D PAGE and Mass Spec complement each other: ​ mass spectrometry  complements 2D PAGE by determining the mass of each protein and identifying  protein   ➢ Mass spectrometry: ​ eluted proteins can be identified by a technique called mass  spectrometry, usually after preliminary digestion to give a characteristic set of  peptides.  ➢ Mass spectrometry using extremely high mass resolution allows the unambiguous  determination of the molecular formula of any small molecule. Clearly, isomers  will have the same molecular formula, but they can be  distinguished by their  different fragmentation patterns during mass spectrometry.  ○ The same approach is used to identify the peptide fragments from digested  proteins during proteome analyses. In this case, identifying several  oligopeptides allows the identity of the parent protein to be deduced  provided that its amino acid sequence is known.    ➢ Liquid Chromatography: ​ separates protein mixtures. A column packed with  stationary phase material that separates proteins by variations in their chemical  properties (size, ionic charge, hydrophobicity). As the mixture travels through the  column it is separated by interaction with the stationary phase.   ○ Fractions collected at the column exit.   ○ proteins in each fraction are digested by proteases and peptied identified b  mass spectrometry   ➢ Interactomics​ :An ‘interactome’ is the complete set of interactions among  macromolecules within a cell. Interactions between proteins, some which  assemble into compexes. Interactions between different classes of  macromolecules (protein­RNA interactome)  ○ Typically expressed in form of network diagrams  ○ Each note represents a protein and connecting the lines represent  interactions   ➢ 6.9 Metabolomics→ ​ complete set of metabolic intermediates and other small  molecules produced in an organism.    ○ Mass spectrometry is one of the primary techniques for monitoring  metabolites  ➢ MALDI­TOF­MS in metabolomics:​  , the sample is ionized and vaporized  by a laser. The ions generated are accelerated along the column toward the detector by an  electric field. The time of flight (TOF) for each ion depends on its mass/charge ratio—the  smaller this ratio, the faster the ion moves. The detector measures the TOF for each ion  and the computer calculates the mass and hence the molecular formula. The combination  of these two techniques is known as MALDI­TOF.​   ➢ Systems Biology: ​  widely se to integrate different fields of research and give  overview of organisms or cells or even entire species or ecosystems. It integrates  all the “omics” we have studied. Compiles a series of “omics” data and then build  a computational model of the system under study        ➢ 6.10 ​Metagenomics​ → ​environmental genomics. Analyzes pooled DNA or RNA  from an environmental sample containing organisms that have not been isolated  and identified.  ○ Metagenome​ : total gene content of the organisms inhabiting an  environment.    ■ DNA sequencing and RNA analyses may be used to explore  patterns of gene expression in communities.   ➢ Dealing with complex microbial communities:   ○ Humans carry their own set of bacteria, especially the one inside our guts.   ■ Microbiome: a collection of prokaryotic cells in human.   ■ Mycobiome: fungi in humans  ○ other environments examined are acid mine runoff waters, deep sea  sediments, and fertile soils   ○ Gene mining​ : isolating potentially useful novel genes from the  environment (metagenomes) without culturing the organism  1. collect DNA samples from different environment  2. construct genomic library  3. transform host cells and plate on selective media  4. screen library for colonies that are selective   ➢ 6.11 Gene Families, Duplications, and Deletions  ➢ Homologs – paralogs vs orthologs→   ○ Homologs: ​  share evolutionary ancestry, contain multiple copies of related  genes in sequence  ■ large genomes contain more individual members from perticular  homologous families.  ■ Arise due to duplication of other genes  ○ Paralogs: ​ Genes whose similarity is the result of gene duplication at some  time in the evolution of an organism.  ■ Ex. isoenzymes→  structurally distinct yet all highly related arry  out the same enzymatic reaction  ○ Orthologs: ​ Genes found in one organism that are similar to genes in  another organism because of descent from a common ancestor.  ■ often not identical due to divergent evolution in lineages  ➢ Evolution by gene duplication→ ​ If a segment of duplicated DNA is long enough  to include an entire gene or group of genes, the organism with the duplication has  multiple copies of these particular genes. After duplication, one of the duplicates  is free to evolve while the other copy continues to supply the cell with the original  function    ➢ 6.12 Horizontal gene Transfer and Genome Stability  ➢ Horizontal gene transfer: ​ transfer of genetic traits from one generation to the  next. Horizontal gene transfer refers to transfer from one cell to another by means  other than the usual (vertical) inheritance process in which the genome is  transferred from mother cell to daughter cell  ○ Can complicate things in ​ prokaryotes  ➢ Compare and contrast Vertical and Horizontal Gene Transfer:  Vertical gene transfer occurs when cells divide.Horizontal gene transfer occurs when a  donor cell contributes genes to a recipient cell. In prokaryotes, horizontal transfer occurs  through one of the three mechanisms: transformation, transduction, and conjugation.  ➢ Mechanisms of HGT:​  in prokaryotes!  ○ Transformation  ○ Transduction  ○ Conjugation  ○ For horizontal gene transfer to be detectable by comparative genomics, the  difference between the organisms must be rather large.    ➢ Detection of HGT:  ○ Horizontal gene transfers can be detected in genomes once the  ○ genes have been annotated  ○ Presence of genes that encode proteins are usually found only in distantly  related species   ■ This means that genes originated from horizontal transfer  ○ Presence of DNA with GC content or codon bias that differs greatly from  remainder of genome  ○ Horizontally transferred genes DO NOT  encode core metabolic  functions(ppt says that but book says DOES)    ➢ Effect of HGT on evolution and genome stability:  ○ “Mobile DNA” refers to segments of DNA that move from one location to  another within host DNA molecules  ■ Transposable elements→ but insertion sequences and integrated  virus genomes are  also common   ○ Transposons​  are common forms of mobile DNA that move between  different host DNA molecules, including chromosomes, plasmids, and  viruses, by the activity of an enzyme calletransposase. In doing so they  may pick up and horizontally transfer genes for various characteristics,  including resistance to  antibiotics and production of toxins.  ○ Insertion sequences also play a role in assembling genetic modules to  generate novel plasmids    ➢ 6.13 Core Genome versus Pan Genome  ➢ Core genome​  is typical of the species as a whole, whereas the other components  of thepan genome​ , frequently including mobile elements, are restricted to  particular strains within a species.  ○ Pan Genome​ :includes the core plus all the optional extras present in one  or more strains but not all strains of that species.   ■ Extremely large  ■ Related to horizontal gene transfer  ○ Core Genome: ​ the core genome is that shared by all strains of a given  species  ■ Always conserved  ■ Same between species  ➢ Chromosomal islands→ ​ extra blocks of genetic material that are part of the  chromosome, rather than being plasmids or integrated viruses. Contain clusters of  genes for specialized function that are not needed for simple survival.  ○ For example, clustered genes with properties for virulence, integrase  enzyme or symbiosis, bioactive secondary metabolites, biodegradation of  recacitrant compounds (like hydrocarbons and herbicides)  ○ Foreign origin:  ■ Extra regions with inverted repeats (implies that the whole region  was inserted by a transposition)  ■ Base composition and codon bias is different than that of proper  genome  ■ Found in some strains of a particular species but not others.   ○ Two strains of the same bacterial species may show significant differences  in genome size.  ➢ Pathogenicity islands→ ​ chromosomal islands containing genes for virulence.   ○ Carried on plasmids or lysogenic bacteriophages.   ➢ Bioinformatics detection of chromosomal islands:     Practice Questions:    1. How would you describe the recent development of DNA sequencing platforms (​ e.g​.  how much sequence data can we generate using Sanger sequencing versus ion­torrent  sequencing)? Discuss how you can take advantage of these new sequencing techniques  for your future research goals.          2. (a) Describe the basis behind Sanger sequencing and shotgun sequencing. (b) What  makes shotgun sequencing so efficient?     3. Briefly go over the different steps from obtaining genomic sequencing data to having a  complete genome map. What step(s) do you think are the most challenging using  Sanger sequencing versus nextgen­sequencing?    4. Why would you expect the genome of a parasitic symbiont to be very small in size?  Can you think of any other environmental adaptions that could affect the size of a  genome?      5. Name two different approaches to measure gene expression on a RNA level and two  approaches on a protein level? When would you use a certain method and why?    6. How can you detect and prove occurrences of horizontal gene transfer in bacteria.    7. Why would you prefer to infer evolutionary relationships among microorganisms using  ortholog genes rather than paralog genes?             Chapter 7. Metabolic Regulation    7.1 Major Modes of Regulation  ● Translation of gene into mRNA is followed by translation of mRNA into protein  ● Constitutive proteins: needed at the same level all the time  ○ microbial genomes encode many proteins that are NOT needed all the  time  ● Regulation helps conserve energy and resources.   ● Different levels of regulation of gene expression→   o Two major levels of regulation in the cell :   1. Amount of an enzyme→   a. regulates level of transcription   b. regulates translation   c. slower process, takes minutes  2. Activity of preexisting enzymes→   a. post translational regulation  b. very fast process, takes seconds  ­ Note​: that the sequences that determine the beginning and end of transcription are  distinct from those that determine the beginning and end of translation. They are  separated by small spacer regions, the 5′ and 3′ untranslated regions (5′­UTR and  3′­UTR). After translation, other regulatory processes such as feedback inhibition,  covalent modifications, degradation, and interactions with other proteins can  further regulate the activity of some proteins.    ● Reporter genes​ : encode a protein product that is easy to detect and assay, thus,  can be fused to other genes or regulatory  elements to monitor gene expression.  (Easy to detect protein)  o GFP​  (green fluorescent protein) → commonly used to monitor gene  expression  ▪ Fluoresces green when exposed to a specific wavelength    7.2 DNA­Binding Proteins  ● For a gene to be transcribed RNA Polymerase must recognize a specific promoter  on the DNA and begin its activity  ● Regulatory proteins: ​ influence binding and regulate gene expression by turning  transcription on/off  ● How is transcription regulated​ ?  ○ mRNA transcripts degrade rapidly (preventing production of unneeded  proteins)  ○ Regulation of transcription requires proteins that can bind to DNA  ○ Small molecules influence the binding of regulatory proteins to DNA   ■ proteins regulate transcription  ○ Protein­nucleic acid interactions are specific (attach anywhere along the  nucleic acid) or non­specific(attaches to specific site)  ○ Proteins usually bind to the ​major groove ​of DNA because of its size  ■ For specificity, the binding protein must interact simultaneously  with several nucleotides  ○ Regulatory proteins usually bind to inverted repeats of DNA  ■ DNA binding proteins are ​ homodimeric​ (composed of two identical  peptide subunits)  ■ Polypeptide subunits → subdivided into ​ domains ​(regions for  proteins with specific structure and functions  ■ 2 domain​ s:   ● Zinc finger​ : found in eukaryotic regulatory proteins  ● Leucine ripper: ​ regularly spaced leucine residues that hold  2 recognition helices in correct orientation to bind DNA  ● Structure of DNA­binding proteins and interactions with DNA (Fig. 7.3)  1. Helix­turn­helix→ ​ 2 segments of a polypeptide chain that have an alpha  helix secondary structure connected by  a short sequence forming the turn   a. Recognition helix: 1st helix, interacts specifically with DNA   b. Stabilizing helix: 2nd helix, stabilizes the first helix by  hydrophobic interactions  c. Turns have 3 amino acid residues (glycines)  7.3 Negative Control: Repression and Induction    ● Negative control of transcription​ → control that prevents transcription  ● Repression vs. induction​ →   o Enzyme repression:​  final product of a particular biosynthetic pathway  represses the enzyme of the pathway.   ▪ Prevents synthesis of enzyme due to signal   ▪ Ensures that the organism does not waste energy or nutrients  synthesizing unneeded enzymes  ▪ Small fraction of total proteins  ▪ Affects anabolic enzymes  ● Ex. arginine synthesis where excess arginine decreases  synthesis of enzyme needed to make arginine  o Enzyme induction​ : enzyme is made only when the substrate is present  ▪ No wasted energy  ▪ Typically affects catabolic enzymes   ● Ex. lac operon where no lactose means enzyme is not made  and when there is lactose synthesis starts    ● What type of metabolic genes would be repressed or induced (Fig. 7.5­7.6)?  o Repressible enzymes​ : level decreases when corepressor is present  ▪ Usually end product of biosynthetic pathway in which enzyme  functions  o Inducible enzymes​ : level increases in presence of inducer  ▪ Small substrate of catabolic pathway in which enzyme functions     o NEGATIVE CONTROL: ​ regulation by repressors   ­ Example 1: ​Arginine Operon (co­repressor arginine)  → It’s transcribed because the repressor protein is unable to bind the  operator  → After a corepressor (small molecule)  binds to the repressor, the  repressor binds to the operator and blocks transcription   ­ Example 2:​ Lac Operon   → Repressor protein bound to operator blocks binding of RNA  polymerase  → Inducer molecule bind to repressor and inactivates it so that it can no  longer bind to the operator   → RNA polymerase then transcribes the DNA and makes mRNA for that  operon   Inducer: allolactose (binds to repressor)  Repressor: lactose repressor protein       Effectors (inducers vs. corepressors)   o Inducer​ : substance that induces enzyme synthesis  ▪ Usually small molecule substrate or catabolic pathway in which  enzyme functions.   o Effectors​→ affect transcription by binding to DNA binding proteins  o Co­repressor→ ​ represses enzyme synthesis  ▪ Ex. Arginine Repressor→ transcription of the arginine genes  which take place when cells need arginine bt acts as a corepressor  when arginine is plentiful  ● Arginine binds to a specific repressor protein  ● Repressor protein is ​llostericonformational changes  when effector molecule binds it)  o Allosteric repressors become active and bind to  region of DNA near the promoter called the  operator  o Operon​ → cluster of consecutive genes whose expression is under the  control of a single operator.   ▪ All genes in an operon are transcribed as a single unit yieling a  single mRNA   ▪ Located downstream of promoter where mRNA synthesis starts   o If a repressor binds to the operator transcription is physically blocked  because it can neither bind or proceed.  o Of the mRNA is polycistronic all polypeptides encode by this mRNA will  be repressed  o Enzyme induction can also be controlled by a repressor   Note​: all regulatory systems employing repressors have the same underlying  mechanism→ prevention of mRNA synthesis→ by activity of specific repressor  proteins→ these are themselves under the control of specific small effector proteins  7.4 Positive Control: Activation→ ​  Regulator protein that activates the binding of  RNA polymerase to DNA   ● Activator proteins and how are these molecules effecting the polymerases?  o Maltose operon→   ▪ Maltose activator protein: cannot bind to DNA unless it first binds  to maltose (the inducer)  ● Instead of operon they have an activator binding site.   ▪ When maltose activator protein binds to DNA it allows RNA  polymerase to begin transcription  ▪ Absence of inducer: neither the activator protein nor the RNA  Polymerase can bind to DNA   ▪ Inducer molecule binds to activator protein which in turn binds to  the activator binding site.   ▪ This recruits RNA polymerase to bind the promoter and begin  transcription   ● Locations of activator­binding sites (compare with operators).  o Promoters of positively controlled operons have nucleotide sequences that  bind to RNA polymerase WEAKLY and are poor matches to the  consensus sequence  o Activator proteins help RNA polymerase to recognize the promoter and  begin transcription  o Ways that activator proteins modify DNA:  1. Bending it→ RNA polymerase makes necessary contact with promoters  and begins transcription  2. Directly interact with RNA polymerase→ when the activator site is close  to the promoter or when it is several hundred pairs away from the  promoter  ● Operons vs. regulons:  o Regulon:​  more than one operon is under the control of a single regulatory  protein (ex. enzymes from maltose regulation are regulated by the ​ maltose  regulon  ▪ Regulons control a specific DNA­binding protein binds only at  those operons it controls regarding of its function as a repressor or  activator    7.6  Transcriptional Controls in ​ Archaea  ● Compare positive/negative transcription control with bacteria​ l  o NrpR protein: represses genes encoding nitrogen assimilation functions  (ie. nitrogen fixation and glutamine synthesis)  ▪ Increase in nitrogen in the cell = NrpR represses nitrogen  assimilation genes  ▪ Decrease in nitrogen in the cell = NrpR needs more nitrogen so  alpha­ketoglutarate accumulates (CAC intermetdiate and  N­acceptor)  o SurR protein: works as an activator or repressor depending on the location  of the binding site within the promoter region  ▪ S absent → protein activates genes necessary for hydrogenase  production so that P.furiosus​ can grow through fermentation  (transcription is prevented)  ▪ S present→ SurR is not longer able to bind to DNA due to  oxidation of cysteine residues in the DNA motif which promotes  expression of genes that participate in the S metabolism and  repress expression of hydrogenase genes that are required for  fermentation    7.9  Quorum Sensing: ​ many prokaryotes respond to the precluse of other cells of  their species in their surroundings, in some regulatory pathways are controlled by the  density of cells of their own kinds   ● Autoinducing molecules:​  an autoinducer​ is a molecule that diffuses freely across  the cell envelope in either direction which works as a signal molecule synthetized  by species that employ quorum sensing  o They are used to assess population density  o The autoinducer reaches high concentration in the cell only if there are  many other cells nearby each making the same autoinducer  o Ex. Mechanism by which light emission in bioluminescent bacteria is  regulated   ● Big picture understanding of the mechanism behind quorum sensing:  o Genes encoding virulence factors that are under the control of a quorum  sensing system use ​ autoinducing peptide (AIP)  o Biofilm formation: signals such as cell­to­cell communication that lead to  bacteria transitioning from growing freely suspended in liquid to growing  the semisolid matrix made of biofilm   ▪ Prevents antibiotic penetration   o Quorum sensing triggers expression of genes necessary for biofilm  formation   o Intercellular signaling  ▪ Ex. cyclic di­GMP→ only made in eukaryotes  ▪ Effector proteins that bind cyclic di­GMP participate in many  activities like exopolysaccharide production, motility,  transcriptional regulation, protein localization   ▪ Also binds ​riboswitches ​(small regulatory RNA molecules)      7.14  Regulatory RNAs: Small RNAs and Antisense RNA  ● sRNA (Small RNA’s):​  base pair directly to other RNA molecules usually mRNA  which has regions of complementary sequences  ○ this binding modulates rate of mRNA translation due to the ribosome’s  inability to translate double stranded RNA   ○ sRNA’s provide additional mechanism to regulate a protein’s synthesis  once its corresponding mRNA has been transcribed  ○ Base pair to their target mRNA by changing its secondary structure to  block a previously accessiblribosome binding site(RBS) or to open up a  previously blocked RBS  ■ allows access for ribosomes  ○ Increase in degradation of mRNA = prevention of new protein synthesis  encoded by that mRNA   ● Antisense sRNA→ ​ are small RNA that are made by transcribind the non emplate  strand of the same gene that targeted that target mRNA   ○ Its transcription enhanced under conditions under which its target genes  need to be turned off   ● Trans­sRNA’s→ ​ encoded in the intergenic regions and can be spatially separated  from their mRNA target  ○ Binding of sRNA to their target depeds ofHfq​ (small protein that binds to  both RNA’s and facilitates their interactions)  ■ Hfq forms hexameric rings with RNA binding sites  ■ similar proteins are calleRNA chaperones​  (they help sRNA  molecules maintain their correct structure)   ● Non­coding RNA→ c ​an regulate gene expression  ○ RNA that does not result in the translation of a protein   7.16 ­ Attenuation: form of transcriptional control by bacteria that functions by  premature termination of mRNA synthesis   “Control exerted AFTER initiation of transcription but BEFORE its completion”   ­ Less completed transcripts from an operon  ­ Number of initiated transcripts stays the same  ● Mechanism​ :  rate of transcription influences rate of translation   ○ while transcription of downstream DNa sequeces is still proceeding,  translation of already transcribed sequences is under way  ○ Transcription is attenuated because a portion of the newly formed mRNA  folds into a stem loop which inhibits RNA polymerase activity  1. Leader (1st part of the mRNA to be made) can fold into 2 alternative secondary  structures   a. one mRNA structure allows continued synthesis of the mRNA  b. secondary structure causes premature termination   ● Ex. ​Trp Operon​→ Ttranscription of entire trp operon is under NEGATIVE  CONTROL  ○ Leader sequence: encodes leader peptide  ■ contains tandem trp condons near its terminus and functions as an  attenuator  ○ Basis of control:   ■ Increase trp in cell = increase charged trp tRNA  and leader  peptides will be synthetized  ● Synthesis of leader peptide = termination of transcription of  the remainder trp operon  ● ribosome translates the leader sequence until it comes to  the leader stop codon  ● remainder of leader sequence forms a stem loop (where  transcription pauses)  ● followed by uracil rich sequence that causes termination  ■ Decrease trp in cell = trp­rich leader peptide won’t be synthetized  ● Rest of operon is transcribed   ● you want to transcribe genes that encode trp   ● formation of alternative stem loop that prevents terminator  stem loop from forming.   7.17­ Feedback Inhibition:​  mechanism that temporarily shuts off the reactions of an  entire biosynthetic pathway   ● Due to: ​ excess of end product of the pathway inhibits activity of an early  enzyme (usually the 1st)  ● No intermediates are generated for subsequent enzymes in the pathway  ­ Inhibited enzyme(reversible) has: ​   1. Active site: enzyme goes into catalytic form when there is lower product  concentration present  2. Allosteric site enzyme changes conformation so the substrate no longer binds  when there is excess product  ● Isoenzymes:​  different enzymes that catalyze the same rxn but are subject to  different regulatory controls   7.18 ­ Post­Translational Regulation  ● Covalent modification: ​  attachment or removal of a small molecule  ○ Phosphorylation: ​ has 2 component regulatory systems  ○ Adenylylation: ​ attachment of ADP, AMP, or methylation  ● Regulation of Glutamine Synthase(GS) ​ →   ○ When GS is fully adenylylated each molecule of the enzyme contains 12  AMP’s and the enzyme is c ​atalytically inactive  ○ Partially adenylylation→ less enzyme activity  ○ NH3 at high levels = it can be assymilated by enzymes that do not  consume ATP into aa’s (GS inactive)  ○ NH3 at low levels = GS is active        Practice Questions:    1. In  microbiology  there  are  often  needs  to  determine  variations  in  gene  expression.  Discuss different methods and techniques that can be used to determine what genes are  being expressed and also methods to visualize the products of these genes.     2. Genetic information in the bacterial genome is organized and regulated in a hierarchal  manner.  Describe  how  bacteria  organize  and  regulate  the  expression  of  genetic  information.    3. Maltose catabolism in E. coli is a good example of positive regulation of transcription.  Describe  the  Maltose  operon.  Include  the  type  of  regulation  and  the  effects of  the  promoter.    4. The  expression  of  genes  encoding  catabolic  and  anabolic  enzymes  are  typically  regulated in different ways. For example, arginine and lactose are directly involved in  regulating  the  expression  of  arginine  biosynthesis  enzymes  and  β ​­galactosidase,  respectively. Discuss how these different effectors regulate transcription differently.    5. Regulatory proteins involved in transcriptions typically bind directly to DNA. Discuss  the structures of these proteins, how they bind to the DNA, and different ways they can  interact with the DNA polymerases.    6. How can single­cell microbe coordinate their efforts and act as a multicellular organism?  Discuss  the  mechanism  between this type of  microbial communication  and  why we  humans  might  want  to  find  methods  to  inhibit  or  interfere  with  the  microbial  communication.     Chapter 8. Viruses and Virology    8.1 What Is a Virus?          Virus­ is a genetic element that can replicate only inside a living cell called the  host cell.     ● The Difference between viruses and cellular organisms  o Viruses have virions, capsid , nucleocapsid, and are smaller than other  cellular organisms.      ● Obligate intracellular parasite  o Viruses rely on the host cell for energy, metabolic intermediates and  protein synthesis.     ● Classification of virus (based on genomics, host, life cycle)  o Viral genomes can be either linear or circular , single stranded either plus  or minus sense in terms of their base sequence.    ● Viral genome size (comparison with 6.4)  o Viral genomes are typically smaller than those of cells. The smallest  bacterial genome known is about 145 kilobase pairs, encoding about 170  genes. Most viral genomes encode from a few up to about 350 genes. The  smallest viral genomes are those of some small RNA viruses that infect  animals.    8.2 Structure of the Virion  ● Viral size (in comparison with cellular microbes)  o Virions come in many shapes and sizes. ​ Most viruses are smaller than  prokaryotic cells, ranging in size from 0.02 to 0.3 μm (20–300  nanometers, nm). ​Smallpox virus, ​ one of the larger viruses, is about 200  nm in diameter, which is about the size of the smallest known bacterial  cells.Poliovirus​, one of the smallest viruses, is only 28 nm in diameter,  which is about the size of a ribosome, the cell’s protein­synthesizing  machine.    ● Structure (nucleocapsid)  o The structures of virions are quite diverse, varying widely in size, shape,  and chemical composition (see Figures 8.19 and 8.21). The nucleic acid of  a virion is always surrounded by its capsid (Figure 8.1). The capsid is  composed of a number of individual protein molecules called capsomeres  that are arranged in a precise and highly repetitive pattern around the  nucleic acid.    ● Helical and spherical symmetry  o Viruses are highly symmetric.Two kinds of symmetry are recognized in  viruses, which correspond to the two primary viral shapes, rod and  spherical. Rod­shaped viruses have helical symmetry while spherical  viruses have icosahedral symmetry.  o Viruses with icosahedral symmetry contain 20 triangular faces and 12  vertices and are roughly spherical in shape.  o Icosahedral symmetry is the most efficient arrangement of subunits in a  closed shell because it requires the smallest number of capsomeres to  build the shell.  o most viruses have more nucleic acid than can be packed into a shell made  from 60 capsomeres and so viruses with 180, 240, or 360 capsomeres are  more common.    ● Enveloped Or naked virus  o Enveloped viruses​  have a membrane surrounding the nucleocapsid  (Figure 8.5) and can have either RNA or DNA genomes. Most enveloped  viruses (for example, influenza virus) (Figure 8.5a) infect animal cells in  which the cytoplasmic membrane is directly exposed to the environment.  By contrast, plant and bacterial   cells are surrounded by a cell wall outside the cytoplasmic membrane, and  thus few examples of enveloped viruses are known in these organisms.  o Enveloped viruses also exit more easily from animal cells. As they pass  out of the host cell, they are draped in membrane material.  o Naked viruses don't have a capsid     ● Unique viral enzymes  o Viruses do not carry out metabolic processes and are thus metabolically  inert. Nonetheless, some viruses carry enzymes in their virions that play  important roles in infection.  o RNA viruses carry their own nucleic acid polymerases (called RNA  replicases) that function to replicate the viral RNA genome and produce  viral­specific mRNA.  o Retroviruses are unusual RNA animal viruses that replicate via DNA  intermediates. Because making DNA from an RNA template is another  process cells cannot do, retroviral virions contain an RNA­dependent  DNA polymerase called reverse transcriptase (Section 8.10). So, although  most viruses do not need to carry special enzymes in their virions, those  that do absolutely require them for successful infection and replication.      8.3 Overview of the Virus Life Cycle  ● Different steps of viral life cycles  o A cell that supports the complete replication cycle of a virus is said to be  permissive for that virus. In a permissive host, the viral replication cycle  can be divided into five steps (Figure 8.6).  1.​Attachment​  (adsorption) of the virion to the host cell  2.Penetration​  (entry, injection) of the virion nucleic acid into the host  cell  3. Synthesis​ of virus nucleic acid and protein by host cell machinery as  redirected by the virus  4. Assembly​  of capsids and packaging of viral genomes into new virions  5. Release​ of new virions from the cell    ● The viral one­step growth  o The response takes the form of a one­step growth curve, so named since a  time course of virion numbers in the culture medium shows essentially no  increase during the replication cycle until cells burst and release their  newly synthesized virions.      ● Burst size  o At the end of maturation, mature virions are released, either as a result of  cell lysis or by budding or excretion, depending on the virus. The number  of virions released per cell, called the burst size, varies with the particular  virus and the particular host cell, and can range from a few to a few  thousand. The duration of the virus replication cycle also varies, from  20–60 min (in many bacterial viruses) to 8–40 h (in most animal viruses).      8.5 Attachment and Entry of Bacteriophage T4  ● Viral recognition to host cell  o A major factor in host specificity of a virus is attachment. The virion itself  has one or more proteins on its external surface that interact with specific  host cell surface components called receptors. In the absence of its specific  receptor, the virus cannot attach to the cell and hence cannot infect.  Moreover, if the receptor is   altered, for example by mutation, the host may become resistant to virus  infection. The host range of a given virus is thus to a major extent  determined by the presence of a suitable receptor that the virus can  recognize and attach to.    ● Penetration of cell walls (enzymatic breakdown of peptidoglycan layers)  o Attachment of a virus to its host cell causes changes to both the virus and  the host cell surface that result in penetration. Bacteriophages abandon the  capsid outside the cell and only the viral genome reaches the cytoplasm.  However, entry of the viral genome into a host cell only results in virus  replication if the viral   genome can be read.    8.6 The T4 Genome  ● Circular permutation  o Sometimes a population of virions of a single virus contain genomes with  the same set of genes but arranged in a different order. This is a  phenomenon called circular permutation and is a hallmark of the T4  genome. The term circular permutation is derived from the fact that DNA  molecules that are circu­  larly permuted appear to have been linearized by opening identical circular  genomes at different locations.  ● What makes viral genomes terminally redundant?  o Circularly permuted genomes are also terminally redundant, meaning that  some DNA sequences are duplicated on both ends of the DNA molecule  as a result of the mechanism that generated them.    ● Organization of concatemers  o The T4 genome is first replicated as a unit and then several genomic units  are recombined end to end to form a long DNA molecule called a  concatemer  ● Restriction endonucleases  o Although they lack the immune systems of animals, bacteria possess  several weapons against viral attack. An antiviral system called CRISPR (  Section 10.12) is one of these, but in addition, bacteria can destroy  double­stranded vir


Buy Material

Are you sure you want to buy this material for

50 Karma

Buy Material

BOOM! Enjoy Your Free Notes!

We've added these Notes to your profile, click here to view them now.


You're already Subscribed!

Looks like you've already subscribed to StudySoup, you won't need to purchase another subscription to get this material. To access this material simply click 'View Full Document'

Why people love StudySoup

Jim McGreen Ohio University

"Knowing I can count on the Elite Notetaker in my class allows me to focus on what the professor is saying instead of just scribbling notes the whole time and falling behind."

Jennifer McGill UCSF Med School

"Selling my MCAT study guides and notes has been a great source of side revenue while I'm in school. Some months I'm making over $500! Plus, it makes me happy knowing that I'm helping future med students with their MCAT."

Steve Martinelli UC Los Angeles

"There's no way I would have passed my Organic Chemistry class this semester without the notes and study guides I got from StudySoup."


"Their 'Elite Notetakers' are making over $1,200/month in sales by creating high quality content that helps their classmates in a time of need."

Become an Elite Notetaker and start selling your notes online!

Refund Policy


All subscriptions to StudySoup are paid in full at the time of subscribing. To change your credit card information or to cancel your subscription, go to "Edit Settings". All credit card information will be available there. If you should decide to cancel your subscription, it will continue to be valid until the next payment period, as all payments for the current period were made in advance. For special circumstances, please email


StudySoup has more than 1 million course-specific study resources to help students study smarter. If you’re having trouble finding what you’re looking for, our customer support team can help you find what you need! Feel free to contact them here:

Recurring Subscriptions: If you have canceled your recurring subscription on the day of renewal and have not downloaded any documents, you may request a refund by submitting an email to

Satisfaction Guarantee: If you’re not satisfied with your subscription, you can contact us for further help. Contact must be made within 3 business days of your subscription purchase and your refund request will be subject for review.

Please Note: Refunds can never be provided more than 30 days after the initial purchase date regardless of your activity on the site.